CRIOPERLAS PRESERVACION DE CEPAS DE BACTERIAS Y HONGOS.

CRYOINSTANT: Crioperlas para la conservación de cepas microbiológicas

Sistema estéril de conservación de cepas microbiológicas (por ejemplo, hongos en fase de esporulación), consistente en un criovial de 2 ml con faldón, conteniendo 25 crioperlas de vidrio tratadas con crioprotectores que actúan como conservante.

Gracias a este sistema podemos:

- Disponer un perfecto medio de conservación.

- Obtener, hasta 25 réplicas de una misma generación microbiana para utilizar progresivamente
durante años.

- Facilitar la inoculación del medio bacteriológico, ya que cada perla equivale a un cultivo.

- Prescindir de la descongelación de todo el vial cada vez que extraemos una perla.

- Evitar la formación de cristales de hielo en la recuperación.

-  Miniminizar el riesgo de contaminación cruzada.

-  Ahorrar espacio en los congeladores.

Resiste hasta –190 ºC. Tapón de faldón largo, con junta de silicona. Para facilitar la clasificación de las muestras, nuestros de faldón largo, con junta de silicona. Para facilitar la clasificación de las muestras, nuestros crioviales se ofrecen con tapones y perlas en cinco colores.

Los crioviales se presentan en una gradilla de 100 unidades, fabricada en cartón resistente a –100 ºC,

cuyas dimensiones son: 150 x 150 x 55 mm.

Cada gradilla se suministra etiquetada con indicación de código, lote, caducidad, color de tapón, y

retractilada.

Caducidad: 48 meses a partir de la fecha de fabricación.

Modo de empleo:

1.- Tomar la muestra de la cepa mediante un asa.

2.- Inocular el vial introduciendo el asa en el medio conservante.

3.- Cerrar el vial y agitarlo suavemente para que la cepa se impregne en las crioperlas.

4.- Extraer el medio conservante sobrante mediante una pipeta Pasteur.

5.- Cerrar el criovial y congelar.

6.- Cada vez que queramos reproducir la cepa, extraeremos una de las crioperlas con un asa o una

pinza.

7.- Depositaremos la crioperla en una placa con medio, procurando que toda la superficie de la perla 

entre en contacto con el medio.

ESTAMOS OFRECIENDO ESTAS CRIOPERLAS QUE TIENEN MUY BUEN PERFORMANCE EN PRESERVACION DE CEPAS COMO LAS ATCC, CEPAS DE REFERENCIA, CEPAS PROBLEMA, CEPAS DE INVESTIGACIÒN, PARA MANTENER CEPARIOS, SOBRETODO FACILITAN EL ESPACIO, YA QUE ANTES SE TENDRIA QUE GUARDAR LAS CEPAS EN CALDO DE THIOGLICOLATO CON GLICEROL O CON LECHE DESCREMADA, PERO ESTE SISTEMA PERMITE DISMINUIR EL ESPACIO LOGRANDO MEJORAR A UN MINIMO ESPACIO COMPARADO CON LA MANERA CONVENCIONAL DE PRESERVAR CEPAS.

venta de set de colorantes de Gram

Como se ha revisado el estudio microbiològico comienza despuès de realizar el cultivo, con la fijaciòn de la muestra al calor en una làmina portaobjetos y luego ser coloreados con la tinciòn de Gram, en la cual, nosotros preferimos usar la Tinciòn de Gram Kopeloff porque tiene las siguientes ventajas:

1.- Se puede reducir el tiempo de coloraciòn a 10 segundos, ya que, en esta variante el uso de sustancias alcalinas en este caso el bicarbonato de sodio al 5% facilita el ingreso del colorante basico a travès de la pared celular, lo que permite un mejor control del tiempo de exposiciòn y evitando que la muestra se "queme" con los colorantes, por lo tanto la tinciòn sale òptima. Los tiempos en la Tinciòn Gram clasico se tiene que utilizar lo que se recomienda:

Cristal violeta: 3 minutos.
Lugol: 3 minutos.
Alcohol acetona 30 segundos.
Safranina: 2 minutos

Tinciòn Gram Kopeloff:

Cristal Violeta + 2 a 3 gotas de bicarbonato de sodio 10 segundos.
Soluciòn de Yodo:  10 segundos.
Alcohol acetona: 30 segundos.
Fucsina Bàsica: 10 segundos.

2.- La otra variante en la modificaciòn de Kopeloff es el uso de una soluciòn de yodo y no lugol que se utiliza en la Tinciòn Gram clasico, un mordiente màs moderado y no precipita en la Tinciòn.

3.- Su uso sobretodo en las principales muestras que llegan a los laboratorios  Secreciòn Vaginal, Secreciòn Faringea, Esputo, Aspirado bronquial, Secreciòn de herida; tiene un mejor performance en la observaciòn con una buena intesidad de los colores y permitir distinguir bien entre bacterias gram positivas y negativas.

Nosotros estamos ofreciendo set de Tinciòn Gram:

Cristal Violeta  en presentaciòn de 100 ml y de 1 litro.
Bicarbonato de Sodio en presentaciòn de 100 ml .
Soluciòn de Yodo en presentaciòn de 100 ml y de 1 litro.
Decolorante Gram en presentaciòn de 100 ml y de 1 litro.
Fucsina Bàsica en presentaciòn de 100 ml y de 1 litro.

Cortesia 100 ml de Bicarbonato de Sodio para compras de 1 litro de set de Tinciòn Gram.

COLORACION GRAM CONSIDERACIONES POST ANALITICAS

CONSIDERACIONES ANALÍTICAS:

CONSIDERACIONES POST-ANALÍTICAS:

V. INTERPRETATION:

A.- Observaciones a menor aumento

1. Glóbulos blancos y glóbulos rojos sugieren un proceso infeccioso.

NOTA: pacientes neutropénicos pueden tener pocos lóbulos blancos, pero ellos pueden tener restos necróticos y proteinas en el fondo.

2. Células epiteliales escamosas, restos de comida, etc., sugieren una inapropiada recolección del espécimen
3. Ciertos microorganismos (formas parasitarias, hifas bifurcadas, etc.) indican proceso infeccioso.

B.- Observaciones con aceite de inmersión

1. Observar microorganismos para características morfológicas y presentación.
2. Reacción Gram

1. Gram positivo: violeta intenso
2. Gram negativo: rosado o rojo (carbol fucsina como colorante de contraste tiene un color mas intenso)
3. Gram variable: tanto organismos gram-positivos y gram-negativos con la misma morfología.

NOTA: esto puede resultar de un espesor disparejo del frotis, decoloración incompleta, sobrecoloración, presencia de organismos viejos, daño de la pared celular, o naturaleza gam-variable de un microorganismo particular.

4. Gram neutral: no coge ni el colorante cristal violeta ni tampoco el contracolorante.

NOTA: Estas células aparecen incoloras en un fondo generalmente gram-negativo y pueden ser intracelulares. Esta reacción ah sido vista en frotices de especímenes clínicos cuando elementos fúngicos o Mycobacterium spp. están presente.

3. Características de coloración: parejo, bipolar, espumoso, punteado, con rayas o irregular.
4. Forma predominante de microorganismos.

1. Forma global: bacilos, cocos, cocobacilos, filamentoso, parecido a levaduras.
2. Apariencia de las partes terminales: redondeadas, afiladas, ahusados, aplanado,  en forma de clava, cóncavo.
3. NOTA: hinchazones laterales pueden sugerir la presencia de esporas pero pueden también ser debidas a vacuolas, inclusiones, pleomorfismo marcado, o irregular coloración. Microscopía de contraste de fases o una coloración para esporas puede ser útil si se observan endosporas bacteriales.
4. Apariencia laterales: paralelo, ovoide (protuberante), concavo, irregular.
5. Naturaleza de eje: recta, curvada, espiral.
6. Pleomorfismo: variación en forma.
7. NOTA: El término descriptivo “difteroide” o “corineiforme” es usado para describir bacterias gram positivas que son pleomórficas, en forma de clava, o coloración irregular o que tienen estructura en empalizada y/o angular (formas en V y L)
8. Bifurcaciones o extensiones celulares.

5. Tamaño relativo

NOTA: El promedio del tamaño de un glóbulo rojo es de 7 um, y gránulos citoplasmáticos en neutrófilos en promedio 0.2 a 0.3 um. Los tamaños referentes dados aquí son solo pautas.

1. Global: minúsculo o diminuto (<0.3 um), pequeño (0.3 a 0.5 um), medio o grande.
2. Longitud: corto (~0.5 a 1 um), medio, largo, o filamentoso (10 a 30 um)
3. Anchura: delgado, medio, o grueso.
4. Pleomorfismo: variación en tamaño.

6. Características estructurales: individuales, en pares, cadenas, tétradas, grupos, empalizada, letras chinas, packets, formas angulares (forma de V y L), etc.

C.- La presencia de microorganismos procedentes de un lugar normalmente estéril es probablemente un indicador de infección con un organismo.

D.- Para orina no centrifugada, la presencia de microorganismos es probablemente un indicador de un recuento de bacterias de ≥ 105 UFC/ml

E.- La presencia de un amplia números de un tipo individual de microorganismo en un espécimen colectado no invasivamente, especialmente si están asociados con glóbulos blancos, es probablemente un indicador de infección.

F.- Sea cauteloso en la interpretación realizada de la observación de muy pocos organismos (especialmente en ausencia de inflamación o si los organismos no están uniformemente distribuidos), ya que los tubos de colección, láminas, y medios pueden hospedar bacterias no viables. Para especímenes críticos, donde el resultado definirá un proceso infeccioso (ejemplo: frotis de LCR), preparar un segundo frotis para confirmar raras observaciones de microorganismos.

VI. REPORTE DE RESULTADOS:

A.- Si no se detectan organismos o células en un frotis de un espécimen clínico, reportar “No se observan microorganismos” o “ No se observan células” respectivamente.

NOTA: dado que no existe una base científica para una política de enumeración de células y bacterias en frotices coloreados, el siguiente estándar es el más aplicable para todos los espécimenes y proveerán consistencia en los laboratorios. La enumeración de células es basada sobre publicaciones documentando la relación entre células y espécimenes respiratorios contaminados (Apendix 1), y la enumeración de bacterias es basada sobre publicaciones para recuento de especímenes de genitales femeninos. (Apendix 1). Recuentos solo deben ser realizado en áreas representativas de inflamación o necrosis, si esta presente.

B.- Determinar el número de células y bacterias en 20 a 40 campos del frotis. Saltar campos donde no hayan células o bacterias, y no promediar estos campos en el recuento si es que existen campos con células y/o bacterias.

C.- Contar células a menor aumento y reportar el número relativo como corresponde.

NOTA:  No es clínicamente significativo reportar presencia de células en cantidades menores a 10 por 40 campos de una coloración Gram, el cual en principio no es una coloración para mostrar la morfología de las células.

1. 1+ (raro o ocasional): menos que 1 por campo a menor aumento (CMA)
2. 2+ (pocos): 1 a 9 / CMA
3. 3+ (moderado): 10 a 25/ CMA
4. 4+ (muchos o numerosos): > 25/ CMA

D.- Recuento de bacterias y levaduras bajo aceite de inmersión y reportar un número relativo en las áreas asociadas con células.

NOTA: Ignorar uno o dos microorganismos en la lámina completa, a menos que el resultado pueda ser reproducido en un segundo frotis y solo si es un espécimen colectado en un procedimiento invasivo.

1. 1+ (raro o ocasional): menos que 1 por campo con aceite de inmersión (CAI)
2. 2+ (pocos): 1 a 5 / CAI
3. 3+ (moderado): 6 a 30/ CAI
4. 4+ (muchos o numerosos): >30/ CAI

E.- Acompañar el recuento de células con la descripción de el tipo de células.

1. Células epiteliales escamosas.
2. Glóbulos blancos.
3. Glóbulos rojos
4. Material celular infectado

F.- Acompañar el recuento de células con la descripción de la morfología de la bacteria, proveyendo tanta información como sea posible. Descripciones que pueden ser usadas incluyen las siguientes:

1. Gram positivo

1. Cocos en pares (y cadenas)
2. Cocos en grupos
3. Bacilos largos
4. Bacilos cortos
5. Bacilos ramificados
6. Bacilos corineiforme

2. Gram negativo

1. Diplococos
2. Bacilos
3. Bacilos filamentosos (o pleomorficos)

3. Gram variable: cocobacilo.
4. levaduras en germinación.
5. pseudohifas.

Fuente: Isemberg, Clinical Microbiology Procedures Handbook.

COLORACION GRAM CONSIDERACIONES ANALITICAS CONTROL DE CALIDAD

CONSIDERACIONES ANALÍTICAS:

III. CONTROL DE CALIDAD:

A.- Revisar la apariencia de los reactivos diariamente.

1. Si el cristal violeta tiene precipitado o sedimento , filtrar antes de usar.
2. Cambiar las soluciones de trabajo regularmente si no se han agotado con el uso normal. La evaporación puede afectar la efectividad de los reactivos.
3. Limitar el reuso de los envases de los colorantes de trabajo, descartándolo al menos mensualmente.

Nota: Los colorantes pueden estar contaminados. Cuando se sospecha de contaminación, usar un nuevo lote de colorantes.

B.- Controlar los procedimientos de coloración del laboratorio previo al uso de nuevos lotes de cada reactivo colorante y decolorante y al menos semanalmente en lo sucesivo, usando microorganismos gram-positivos y gram-negativos.

1. Preparar un caldo de cultivo debilmente turbio de Escherichia coli (ATCC 25922) y Staphylococcus aureus (ATCC 25923).
2. Realizar frotices usando 2 gotas por lámina dispersando hasta el tamaño de una moneda de 1 sol.
3. Fijar en metanol, se pueden  almacenar láminas fijadas a -20°C.
4. Colorear con el método de Gram.
5. Resultados esperados:
1. Bacilos Gram-negativos, rosados.
2. Cocos Gram-positivos, violeta intenso.
6. Alternativamente, con un palillo de madera quebrado obtener material de entre los dientes y aplicar al final de la lámina usada para el espécimen, separando esta área de la lámina con un marcador. Este método provee un control incorporado, con microorganismos gram-negativos y gram-positivos.

C.- Realizar acciones correctivas cuando el frotis coloreado preparado muestra evidencia de pobre calidad, las coloraciones son difíciles de interpretar, o las interpretaciones son imprecisas. Las características de coloración débil (p.e. organismos gram-positivos débilmente coloreados, retención de cristal violeta por organismos gram-negativos, coloración solo en los bordes del frotis, precipitados en la lámina, etc.) pueden ser debidas a la preparación del espécimen, reactivos, o procedimientos de la coloración. A continuación algunas de las causas comunes de pobres resultados de la coloración Gram.

1. Uso de láminas de vidrio que no han sido prelimpiadas o desengrasadas.
2. Las preparaciones del frotis son muy gruesas.
3. Sobrecalentamiento del frotis cuando se usa fijación por calor.
4. Lavado excesivo durante el procedimiento de coloración, especialmente si no ha sido apropiadamente fijado.
5. Precipitado en los reactivos.

D.- Adicionalmente, para asegurar la exactitud de la interpretación, se debe establecer un sistema para la revisión de reportes de la tinción de Gram.

1. Revisión de coloraciones Gram seleccionadas, realizadas por personal de supervisión para determinar necesidades de capacitación.
2. Comparar los resultados del cultivo final con reportes de la tinción de Gram, para chequear la morfología notada en la tinción de Gram pero no recuperada en el cultivo. Similarmente, la revisión tanto del frotis y el cultivo , cuando organismos en cantidades de 3 o 4+ son recuperados en cultivo, pero no observados en la tinción de Gram.

Nota: Un apreciable número de organismos vistos en el frotis pueden ser cultivados. Las discrepancias en este sentido deben ser investigados para errores en la evaluación de frotis o para indicaciones de futuros métodos de cultivo (p.e. anaeróbico, fúngico, etc).

3. Mantener un set de láminas de referencia para competencias de capacitación.

D. EXAMINACIÓN DEL FROTIS DIRECTO MICROSCOPICAMENTE:

1. Evaluar el frotis a bajo aumento 100X

1. Observación de cristales de colorante.

1. Si un exceso de precipitado de colorante es observado, decolorear y recolorear la lámina.
2. Alternativamente, preparar otro frotis coloreado con Gram.
3. Si el precipitado continua, usar colorantes frescos y filtrados en un contenedor limpio.

2. Determinar si el frotis ha sido apropiadamente decolorado

1. Dependiendo de la fuente del espécimen, el fondo debe ser generalmente claro o gram negativo.
2. Si glóbulos blancos están presentes, ellos aparecerán completamente gram negativos.
3. Si la lámina es sobrecoloreada, decolorear por completo y recolorear la lámina.

3. Determinar si el grosor del frotis es apropiado. Para una apropiada interpretación, las áreas no deberían tener mas de una capa de células, y no haber superposición de células. Preparar un nuevo frotis si es imposible de leer.

4. Para frotices preparados de especímenes clínicos, examinar muchos campos (10 para orina, 20 a 40 para otros especímenes) en bajo aumento para buscar evidencia de inflamación.

1. Observación la distribución de organismos y células.
2. Determinar áreas representativas de inflamación o purulencia y áreas de aparente contaminación con células epiteliales escamosas. Si no se aprecia purulencia, escoger áreas de aparente necrosis, restos de células inflamatorias, y moco.

2. Si hay células presentes, determinar el promedio del recuento de glóbulos blancos y células epiteliales en 20 a 40 campos representativos que contienen células.

3. En un área representativa con una predominancia de inflamación o purulencia, usando objetivo de 100x con aceite de inmersión, examinar 20 a 40 campos para observar la morfología celular y reacción Gram.

1. Si se observan raros organismos o no se observan organismos de un espécimen de un sitio normalmente estéril, pero el espécimen aparece purulento, o el especimen aparece sospechoso, realizar una revisión mas extensiva de la lámina.

4. Preservación de láminas de frotices directos.

1. Escurrir o limpiar con un papel secante el exceso de aceite de inmersión de la lámina y guardar la lámina para futuras evaluaciones por al menos 1 semana para permitir una revisión confirmatoria, especialmente si el cultivo u otro test de laboratorio son incongruentes.
2. Si una lámina necesita ser recoloreado para repetir la coloración Gram o preparar una coloración especial para confirmar hallazgos sugestionados por la coloración Gram, remover el aceite de inmersión con xyleno o un substituto del xileno y decolorear el frotis. Entonces recolorear la lámina.
3. Para almacenamiento de láminas o colecciones para docencia, estas deberán ser alamacenadas por mucho tiempo, remover el aceite de inmersión con xyleno y cubrir con una capa de sellador el frotis para prevenir la decoloración.

COLORACION GRAM CONSIDERACIONES ANALITICAS

CONSIDERACIONES ANALÍTICAS:

III. CONTROL DE CALIDAD:

A.- Revisar la apariencia de los reactivos diariamente.

1. Si el cristal violeta tiene precipitado o sedimento , filtrar antes de usar.
2. Cambiar las soluciones de trabajo regularmente si no se han agotado con el uso normal. La evaporación puede afectar la efectividad de los reactivos.
3. Limitar el reuso de los envases de los colorantes de trabajo, descartándolo al menos mensualmente.

Nota: Los colorantes pueden estar contaminados. Cuando se sospecha de contaminación, usar un nuevo lote de colorantes.

B.- Controlar los procedimientos de coloración del laboratorio previo al uso de nuevos lotes de cada reactivo colorante y decolorante y al menos semanalmente en lo sucesivo, usando microorganismos gram-positivos y gram-negativos.

1. Preparar un caldo de cultivo debilmente turbio de Escherichia coli (ATCC 25922) y Staphylococcus aureus (ATCC 25923).
2. Realizar frotices usando 2 gotas por lámina dispersando hasta el tamaño de una moneda de 1 sol.
3. Fijar en metanol, se pueden  almacenar láminas fijadas a -20°C.
4. Colorear con el método de Gram.
5. Resultados esperados:
1. Bacilos Gram-negativos, rosados.
2. Cocos Gram-positivos, violeta intenso.
6. Alternativamente, con un palillo de madera quebrado obtener material de entre los dientes y aplicar al final de la lámina usada para el espécimen, separando esta área de la lámina con un marcador. Este método provee un control incorporado, con microorganismos gram-negativos y gram-positivos.

C.- Realizar acciones correctivas cuando el frotis coloreado preparado muestra evidencia de pobre calidad, las coloraciones son difíciles de interpretar, o las interpretaciones son imprecisas. Las características de coloración débil (p.e. organismos gram-positivos débilmente coloreados, retención de cristal violeta por organismos gram-negativos, coloración solo en los bordes del frotis, precipitados en la lámina, etc.) pueden ser debidas a la preparación del espécimen, reactivos, o procedimientos de la coloración. A continuación algunas de las causas comunes de pobres resultados de la coloración Gram.

1. Uso de láminas de vidrio que no han sido prelimpiadas o desengrasadas.
2. Las preparaciones del frotis son muy gruesas.
3. Sobrecalentamiento del frotis cuando se usa fijación por calor.
4. Lavado excesivo durante el procedimiento de coloración, especialmente si no ha sido apropiadamente fijado.
5. Precipitado en los reactivos.

D.- Adicionalmente, para asegurar la exactitud de la interpretación, se debe establecer un sistema para la revisión de reportes de la tinción de Gram.

1. Revisión de coloraciones Gram seleccionadas, realizadas por personal de supervisión para determinar necesidades de capacitación.
2. Comparar los resultados del cultivo final con reportes de la tinción de Gram, para chequear la morfología notada en la tinción de Gram pero no recuperada en el cultivo. Similarmente, la revisión tanto del frotis y el cultivo , cuando organismos en cantidades de 3 o 4+ son recuperados en cultivo, pero no observados en la tinción de Gram.

Nota: Un apreciable número de organismos vistos en el frotis pueden ser cultivados. Las discrepancias en este sentido deben ser investigados para errores en la evaluación de frotis o para indicaciones de futuros métodos de cultivo (p.e. anaeróbico, fúngico, etc).

3. Mantener un set de láminas de referencia para competencias de capacitación.

D. EXAMINACIÓN DEL FROTIS DIRECTO MICROSCOPICAMENTE:

1. Evaluar el frotis a bajo aumento 100X

1. Observación de cristales de colorante.

1. Si un exceso de precipitado de colorante es observado, decolorear y recolorear la lámina.
2. Alternativamente, preparar otro frotis coloreado con Gram.
3. Si el precipitado continua, usar colorantes frescos y filtrados en un contenedor limpio.

2. Determinar si el frotis ha sido apropiadamente decolorado

1. Dependiendo de la fuente del espécimen, el fondo debe ser generalmente claro o gram negativo.
2. Si glóbulos blancos están presentes, ellos aparecerán completamente gram negativos.
3. Si la lámina es sobrecoloreada, decolorear por completo y recolorear la lámina.

3. Determinar si el grosor del frotis es apropiado. Para una apropiada interpretación, las áreas no deberían tener mas de una capa de células, y no haber superposición de células. Preparar un nuevo frotis si es imposible de leer.

4. Para frotices preparados de especímenes clínicos, examinar muchos campos (10 para orina, 20 a 40 para otros especímenes) en bajo aumento para buscar evidencia de inflamación.

1. Observación la distribución de organismos y células.
2. Determinar áreas representativas de inflamación o purulencia y áreas de aparente contaminación con células epiteliales escamosas. Si no se aprecia purulencia, escoger áreas de aparente necrosis, restos de células inflamatorias, y moco.

2. Si hay células presentes, determinar el promedio del recuento de glóbulos blancos y células epiteliales en 20 a 40 campos representativos que contienen células.

3. En un área representativa con una predominancia de inflamación o purulencia, usando objetivo de 100x con aceite de inmersión, examinar 20 a 40 campos para observar la morfología celular y reacción Gram.

1. Si se observan raros organismos o no se observan organismos de un espécimen de un sitio normalmente estéril, pero el espécimen aparece purulento, o el especimen aparece sospechoso, realizar una revisión mas extensiva de la lámina.

4. Preservación de láminas de frotices directos.

1. Escurrir o limpiar con un papel secante el exceso de aceite de inmersión de la lámina y guardar la lámina para futuras evaluaciones por al menos 1 semana para permitir una revisión confirmatoria, especialmente si el cultivo u otro test de laboratorio son incongruentes.
2. Si una lámina necesita ser recoloreado para repetir la coloración Gram o preparar una coloración especial para confirmar hallazgos sugestionados por la coloración Gram, remover el aceite de inmersión con xyleno o un substituto del xileno y decolorear el frotis. Entonces recolorear la lámina.
3. Para almacenamiento de láminas o colecciones para docencia, estas deberán ser alamacenadas por mucho tiempo, remover el aceite de inmersión con xyleno y cubrir con una capa de sellador el frotis para prevenir la decoloración.

COLORACION GRAM REQUERIMIENTOS PREANALITICOS

CONSIDERACIONES PRE-ANALÍTICAS:

I. COLECCIÓN DE ESPECÍMENES, TRANSPORTE, Y MANIPULACIÓN:

A. Especímenes:

1. Los especímenes clinicos, en general excluyendo los hisopados de garganta, hisopados nasales, esputo de pacientes con fibrosis quistica, material fecal, y dispositivo prostéticos. Los frotices directos son particularmente útiles para heridas, lesiones de ojos, tejidos corporales, y ciertas secreciones.

         

       2. Los caldos y cultivos de sangre para determinar crecimiento, reacciones Gram, y morfología de la bacteria.

3. Las colonias que crecen en medios sólidos.

NOTA: Los cultivos jóvenes (<24 horas de antigüedad) de medios no inhibitorios y especímenes clínicos frescos constituyen los resultados mas favorables. Cuando la morfología es importante (ejemplo, estreptococos y gram-positivos bacilos) cultivos de caldo son preferidos.

B. Colección de especímenes:

1. Generalmente el frotis es realizado en el laboratorio; sin embargo, cuando el transporte es retrazado o el preservante para cultivo altera el espécimen, se preparan frotices y se mandan las láminas al laboratorio.

C. Criterios de rechazo:

1. Las coloraciones Gram son de poco valor para frotices directos de heces, sangre, o garganta. No son de mucha ayuda para esputo de pacientes con fibrosis quística.

2. La coloración no es parte de los protocolos estándar para evaluación de punta de catéter.